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Euroinnova Formación

 

Efecto de algunos reguladores del crecimiento y el Fitomás-E en la micropropagación de Musa sp. va

December 15, 2012 por Jorge   Comentarios (0)

    1. Resumen
    2. Introducción
    3. Materiales y métodos
    4. Resultados y discusión
    5. Conclusiones
    6. Bibliografía

    RESUMEN

    En la actualidad, diversos cultivares de musáceas son cultivados usando las técnicas de cultivo de tejidos, constituyendo la base de la propagación masiva de plantas vigente en muchos países. El Fitomás-E, bioestimulante de origen cubano obtenido a partir de la Caña de azúcar (Saccharum officinarum L.) abre nuevas posibilidades al ser utilizado por primera vez en condiciones in vitro. El objetivo de este trabajo fue evaluar el efecto del Fitomás-E en la micropropagación del banano FHIA-18. En la fase de multiplicación in vitro se empleó un medio de cultivo con las sales y vitaminas MS (Murashige y Skoog, 1962), Tiamina (1,0 mg.l-1), sacarosa 3,0 % y 6-bencilaminopurina (BAP) (0,0; 2,0; 4,0 y 6,0) mg.l-1, obteniéndose 2,48 brotes por explante a razón de 4,0 mg.l-1; posteriormente se evaluó el efecto del Fitomás-E a concentraciones de (0,1; 0,5; 1,0) ml.l-1 solo y combinado con BAP 4,0 mg.l-1 lográndose 1,5 brotes a 0,1 ml.l-1 Fitomás-E combinado con 4,0 mg.l-1 BAP. Durante el enraizamiento in vitro se empleó un medio de cultivo con las sales MS, sacarosa 4,0 % y (0,1; 0,5) ml.l-1 de Fitomás-E solo y combinado con ácido indol-3-acético (AIA) (1,3 mg.l-1), evidenciándose un incremento en la emisión de raíces en todos los tratamientos combinados. En condiciones de aclimatización el Fitomás-E (0,1 ml.l-1) junto al tratamiento con 10 mg.l-1 de ácido naftalenacético (ANA) favorecieron el porcentaje de supervivencia de las plantas.

    Palabras claves: aclimatización, bioestimulante, cultivo de tejidos, in vitro, propagación.

    ABSTRACT.

    At the present, diverse musaceas cultivares is cultivated using the tissue culture techniques, constituting the base of the massive propagation of plants in many countries. The Fitomas-E, bioestimulante of Cuban origin obtained starting from the Sugarcane (Saccharum officinarum L.) opens new possibilities when used for first time under conditions in vitro. The objective of this work was to evaluate the effect of the Fitomas-E in the micropropagación of the banana FHIA-18. In the multiplication phase it was used a culture medium firstly with the salts and vitamins MS (Murashige and Skoog, 1962), Tiamine (1,0 mg.l-1), sucrose 3,0% and 6-benzylaminopurine (BAP) (0,0; 2,0; 4,0 and 6,0) mg.l-1, being obtained 2,48 buds by explante to reason of 4,0 mg.l-1; later on the effect of the was evaluated Fitomas-E to concentration of (0,1; 0,5 and 1,0) ml.l-1 alone and combination with 4,0 mg.l-1 BAP obtained 1,5 buds whit the combination 0,1 ml.l-1 Fitomas-E and 4,0 mg.l-1 BAP. Rooting was used a culture medium with the salts MS, sucrose 4,0 % and (0,1; 0,5) ml.l-1 of Fitomas-E alone and combinate with indole-3-acetic acid (IAA) (1,3 mg.l-1), being evidenced an increment in the emission of roots in all the combined treatments. Under acclimatization conditions being shown that the Fitomas-E (0,1 ml.l-1) joint to the treatment with 10 mg.l-1 of naphthalene acid (NAA) favored the percentage of survival of the plants.

    Key words: acclimatization, bioestimulante, tissue culture, in vitro, propagation.

    INTRODUCCIÓN

    Los plátanos y bananos constituyen a nivel mundial el principal alimento para cerca de 400 millones de personas, con una producción anual de alrededor de 95.1 millones de toneladas, representando los cultivos de mayor importancia económica en los países tropicales y subtropicales después del arroz, trigo y maíz (López et al., 2000).

    En el continente Americano, Ecuador es el primer exportador de banano a nivel mundial y el segundo productor en el mundo de esta fruta; sembradas mayormente por cultivares tipo "Cavendish" (SICA 2002).

    La entrada a Cuba en noviembre de 1990 de la enfermedad conocida como "Sigatoka negra" causada por el hongo patógeno, Mycosphaerella fijiensis Morelet, afectó la producción de las empresas estatales dedicadas a estos cultivos (Orellana et al., 2002). A partir de estudios realizados con materiales procedentes de la Federación Hondureña de Investigaciones Agrícolas (FHIA), se procedió al desarrollo de plantaciones de clones que ocupan 8 000 ha, con buenos resultados productivos (Barranco 2001).

    En nuestros días se efectúan ensayos con sustancias estimuladoras del crecimiento vegetal entre ellas el Fitomás-E obtenido en Cuba a partir de la Caña de azúcar, lo que constituye una ventaja desde el punto de vista económico. Los estudios realizados son restrictos a condiciones de maceta o en campos abiertos, por tanto, comprobar sus efectos en condiciones in vitro y semicontroladas de casa de cultivo es un campo en el que no se ha avanzado y abre nuevas posibilidades para la investigación, al poder ser empleado en combinación con otros reguladores del crecimiento en los medios de cultivo.

    Teniendo en cuenta, que actualmente tanto en Cuba como a nivel internacional no existe información sobre el efecto del Fitomás-E en la micropropagación de bananos, se propuso como hipótesis de trabajo que con la aplicación del Fitomás-E en los medios de cultivo es posible incrementar el coeficiente de multiplicación, el enraizamiento in vitro y la aclimatización de las vitroplantas de FHIA-18. Para cumplimentar esta afirmación se planteo como objetivo, evaluar el efecto del Fitomás-E en la micropropagación de Musa sp. variedad FHIA-18 (AAAB).

    MATERIALES Y MÉTODOS

    La investigación se desarrolló en el Centro de Estudios de Biotecnología Vegetal de la Universidad de Granma, Cuba, en el período Enero - Mayo, 2007. Como material vegetal inicial se emplearon vitroplantas de Musa sp. cv. FHIA-18 (AAAB), procedentes de la "Biofábrica" de Granma, en fase de establecimiento in vitro.

    Los reguladores del crecimiento fueron adicionados al medio de cultivo antes de su esterilización. l pH de los medios de cultivo se utilizó el pHmetro Basic 20 (CRISON)® ajustándose a 5,8 previo a la esterilización en autoclave vertical (BK-75)® a 121 ºC de temperatura y 1,2 Kgf.cm-3 de presión durante 20 minutos.

    Se emplearon frascos de vidrio de 250 ml de capacidad con 30 ml de medio de cultivo semisólido gelificado con 8,0 gramos de Agar-E (BIOCEN)®. El cocinado de los medios de cultivo se realizó con empleo de un Microwave marca (LG)®.

    Los medios de cultivo se mantuvieron en condiciones de reposo durante tres días antes de su empleo para comprobar que mantuvieran las condiciones de asepsia necesarias para su utilización.

    Los trabajos de laboratorio se realizaron bajo condiciones asépticas en cabina de flujo laminar horizontal, empleando para su desinfección alcohol 70%. El instrumental empleado se esterilizaron con esterilizador eléctrico modelo (STERI-250)® a 250 ºC de temperatura. El manejo de los brotes para la disección, corte y extracción de los tejidos fenolizados, se realizó en platos de aluminio esterilizados en autoclave durante cuarenta minutos.

    Los experimentos en condiciones in vitro se desarrollaron en cámara de crecimiento con empleo de la luz solar entre 3 500 y 4 000 lux, temperatura constante de (28 ± 2) ºC y humedad relativa de (80 – 85) %.

    Durante la fase de multiplicación se realizaron tres subcultivos a medio de cultivo fresco cada 21 día momento en el cual se realizaron las evaluaciones experimentales; en la fase de enraizamiento se efectuó un solo cultivo con evaluación a los 28 días, a partir de este momento las vitroplantas pasaron a su aclimatización con evaluaciones a los 15 y 30 días.

    En condiciones in vitro se colocó un explante por frasco de cultivo y se evaluaron 20 explantes por tratamiento, representando cada frasco una repetición por tratamiento; en las condiciones ex vitro se evaluaron 20 vitroplantas por tratamiento representando cada muestra una repetición.

    Se empleó un diseño experimental completamente aleatorizado, dado las condiciones de homogeneidad en las que se desarrolló la investigación. Los datos cumplieron los supuestos de distribución normal a través de las pruebas de Kolmogorov-Smirnov y la homogeneidad de varianza mediante la prueba de Bartlet.

    Se efectuó un análisis de varianza clasificación simple y para la comparación múltiple de medias se empleo la prueba de Tukey (0,05) mediante el programa computacional SAS® versión 8,2 para ambiente del sistema operativo Windows de Microsof®; los datos porcentuales fueron procesados mediante una prueba de comparación de proporciones del paquete estadístico STATISTIX versión 6,0.




    Experimento 1. Efecto del BAP en la multiplicación in vitro del FHIA-18.

    Con el objetivo de evaluar el efecto del BAP en la multiplicación in vitro del cultivar de banano FHIA-18. Como medio de cultivo se empleó sales (MS), tiamina 1,0 mg.l-1, sacarosa 3,0 % y BAP (0,0; 2,0; 4,0; 6,0) mg.l-1. Las variables evaluadas fueron: coeficiente de multiplicación, número de brotes, longitud del brote (cm) y número de raíces. La determinación de la longitud del brote se realizó midiendo desde la base hasta el ápice de hoja principal, para ello se utilizó una regla milimetrada. El coeficiente de multiplicación se determinó: Coeficiente de multiplicación = Número total de brotes entre número inicial de brotes.

    Experimento 2. Efecto del Fitomás-E en la multiplicación in vitro del FHIA-18.

    Este experimento se realizó, con el objetivo de evaluar la influencia de diferentes concentraciones del Fitomás-E en el medio de cultivo combinado con 4,0 ml.l-1 BAP. Se empleó como medio de cultivo sales (MS), tiamina (1,0 mg.l-1), sacarosa (3,0%), suplementado con Fitomás-E a concentraciones (0,1; 0,5; 1,0) ml.l-1 solos y combinados con BAP (4,0 mg.l-1). Variables evaluadas: coeficiente de multiplicación, número de brotes, longitud del brote (cm), número de raíces y longitud de la raíz (cm).

    Experimento 3. Influencia del Fitomás-E y el AIA en el enraizamiento in vitro.

    Se desarrolló con el objetivo de evaluar el efecto del Fitomás-E solo y en combinación con el AIA durante el enraizamiento in vitro. El medio de cultivo estuvo compuesto por sales (MS), sacarosa 4,0 %, AIA 1,3 mg.l-1 solo o combinado con Fitomás-E (0,1; 0,5) ml.l-1. Variables evaluadas: número de raíces, longitud de la raíz (cm), número de hojas y longitud de la vitroplanta (cm).

    Experimento 4. Determinación de la influencia del Fitomás-E y el ANA en la aclimatización.

    Con el objetivo de determinar la influencia de la imbibición de las raíces en la aclimatización de las plantas de banano FHIA-18 en condiciones ex vitro. La inmersión de las raíces se realizó durante 24 horas en agua destilada y luego 10 minutos en los siguientes tratamientos: T1 ANA (10 mg.l-1); T2 (agua común); T3 Fitomás-E (0,1ml.l-1); T4 Fitomás-E (0,5 ml.l-1); T5 Fitomás-E (1,0 ml.l-1). Se emplearon bandejas de polieturano de 70 alveolos con un sustrato artificial que contenía 75,0% de suelo pardo con carbonato y 25,0% de materia orgánica de origen bovino, en condiciones de casa de cultivo protegida con un cobertor y reducción del 75% de la intensidad luminosa. El riego se efectuó diariamente y manteniendo ente 85 - 90 % de humedad relativa. Fueron evaluadas las variables: supervivencia (%), altura de la planta (cm) y número de hojas. Para determinar el índice de supervivencia se empleó la ecuación matemática: Supervivencia = Total de plantas vivas por 100 entre el total de plantas iniciales.

    RESULTADOS Y DISCUSIÓN.

    Experimento 1. Efecto del BAP en la multiplicación in vitro del FHIA-18.

    En cuanto al número de brotes y el coeficiente de multiplicación (Tabla 1), se demostró que con 4,0 mg.l-1 se alcanzó un coeficiente de multiplicación de 2,48 brotes por explante así como un crecimiento vigoroso de los brotes lo cual difiere significativamente del resto de los tratamientos.

    Tabla 1. Efecto de las concentraciones de BAP en el coeficiente de multiplicación del FHIA-18.

    Concentraciones (mg.l-1)

    Brotes/explante

    Coeficiente multiplicación

    Control

    0,05 c

    1,05 c

    2,0

    1,20 b

    2,20 b

    4,0

    1,50 a

    2,48 a

    6,0

    1,30 b

    2,30 b

    MG±EE

    1,01±0,03

    2,01±0,08

    Letras diferentes difieren significativamente a través de la prueba de Tukey para p<0,05.

    Se evidenció que los tratamientos con BAP superaron al control, lo cual demuestra que aunque los brotes en crecimiento pueden sintetizar pequeñas cantidades de citoquininas, esta es insuficiente para su crecimiento y desarrollo in vitro, necesitando de aplicaciones exógenas que permitan romper la dominancia apical y estimular la brotación de las yemas.

    Según Gübbük y Pekmezci (2004), se ha observado que con 2,48 mg.l-1 BAP en el medio de cultivo, se obtiene un incremento promedio de 2,4 brotes por explante, recomendándose como concentración óptima 4,50 mg.l-1 para la micropropagación de bananos

    Se observó que el BAP tuvo una influencia significativa tanto en la multiplicación como en la elongación de los brotes. A medida que se incrementó la concentración del BAP existió una disminución progresiva en la longitud del brote, existiendo superioridad del testigo con respecto al resto de los tratamientos para este indicador, lo cual parece indicar que al aumentar la concentración de BAP esta influye en mayor medida sobre la multiplicación (Tabla 2) y no sobre el alargamiento celular, observándose en el tratamiento control el menor número de brotes, confirmando que existe una respuesta inversa entre el número de brotes y el crecimiento de estos.

    Tabla 2. Efecto de diferentes concentraciones de BAP en el número y longitud de las raíces en brotes de FHIA-18.

    Concentraciones (mg.l-1)

    Número de raíces

    Longitud del brote

    (cm)

    Control

    5,30 a

    2,90 a

    2,0

    2,25 b

    2,50 b

    4,0

    2,17 c

    2,30 c

    6,0

    1,09 d

    1,87 d

    MG±EE

    2,70±0,25

    2,41±0,06

    Letras diferentes en una misma columna difieren significativamente por Tukey para p<0,05.

    En cuanto al número de raíces formadas por explante, es una condición desfavorable pues se consumen reservas nutricionales que pudieran ser utilizadas en el desarrollo y multiplicación de los brotes. Se observó que con el aumento del BAP se produjo un decrecimiento en la emisión de raíces, lo cual debió estar dado por un desvalance en la proporción auxina-citoquinina, favorable a la citoquinina que interviene en el crecimiento apical de los brotes. Obviamente se alcanzó el mayor número de raíces en el tratamiento control donde no se aplicó ningún regulador del crecimiento, demostrándose que los ápices y meristemos son zonas de síntesis de auxinas a partir de la cual se trasladan a la zona basal para estimular la emisión de raíces.

    2. Efecto del Fitomás-E en la multiplicación in vitro del FHIA-18.

    El empleó de diferentes tipos de bioestimulantes en el cultivo de tejidos vegetales es ampliamente divulgado en la literatura actual. En la (Tabla 3) los resultados indican que para las concentraciones evaluadas se alcanzó un ligero incremento en el coeficiente de multiplicación a concentraciones de 0,5 y 0,1 ml.l-1 del bioestimulante, así como en la combinación de 1,0 ml.l-1 de Fitomás-E con (4,0 mg.l-1) BAP aunque en este último tratamiento el efecto pudo haber estado influenciado en mayor medida por la citoquinina.

    Tabla 3. Efecto del Fitomás-E y el BAP en el número de brotes y coeficiente de multiplicación del FHIA-18.

    Tratamientos

    Brotes/ explante

    Coeficiente multiplicación

    Fitomás-E (0,1 ml.l-1)

    0,00 c

    1,00 b

    Fitomás-E (0,5 ml.l-1)

    0,25 b

    1,25 ab

    Fitomás-E (1,0 ml.l-1)

    0,35 ab

    1,35 ab

    Fitomás-E (0,1 ml.l-1) y BAP (4,0 mg.l-1)

    0,50 a

    1,50 a

    Fitomás-E (0,5 ml.l-1) y BAP (4,0 mg.l-1)

    0,00 c

    1,00 b

    Fitomás-E (1,0 ml.l-1) y BAP (4,0 mg.l-1)

    0,00 c

    1,00 b

    MG±EE

    0,18±0,009

    1,17±0,04

    Letras diferentes difieren significativamente a través de la prueba de Tukey para p<0,05.

    En comparación con los resultados obtenidos con utilización del BAP, se observó una disminución en la formación de nuevos brotes lo cual pudo haber estado dado a que en bananos este efecto estimulador del Fitomás-E no se ha producido con las concentraciones evaluadas. A su vez esto pudo deberse a un efecto inverso entre el Fitomás-E y las citoquininas, teniendo en cuenta que su composición química está dada fundamentalmente por aminoácidos que causan incrementos en el crecimiento apical del tejido, limitando el efecto de multiplicación de las citoquininas. Domínguez y Da Silva (2006), observaron una reducción en la tasa de multiplicación a partir del cuarto subcultivo en varios genotipos.

    También se observó que la aplicación del Fitomás-E en el medio de cultivo permitió un ligero incremento en la longitud de los brotes en todos los tratamientos evaluados, sin embargo, todo lo contrario ocurrió en los variables radiculares donde hubo una disminución en su proliferación y crecimiento con respecto a los tratamientos con BAP evaluados en el experimento anterior. Se muestró un desarrollo vigoroso en la región apical, engrosamiento del tallo y emisión de hojas cuticularmente gruesas lo cual fue más evidente a concentraciones entre 0,5 y 1,0 ml.l-1 de Fitomás-E. Fue observada la presencia de pequeños puntos cloróticos que en ocasiones llegaron a formar tejidos necróticos en el ápice de las hojas, dado por la presencia de compuestos ácidos.

    Este experimento aporta nuevos resultados para el cultivo de tejidos vegetales, pues en la literatura consultada no se hace referencia sobre la utilización de este bioestimulante en el cultivo in vitro.

    Como resultado se evidenció un efecto inverso entre el Fitomás-E y el BAP para las concentraciones estudiadas; en el caso de bioestimulantes como los brasinoesteroides son mucho más efectivos a muy pequeñas concentraciones por lo que en combinación con citoquininas pueden obtenerse buenos resultados para el coeficiente de multiplicación con la consiguiente disminución en la emisión de raíces y el crecimiento del brote, lo cual se aprecia a concentración de 0,1 ml.l-1 de Fitomás-E combinado con 4,0 mg.l-1 de BAP.

    Se observó que con 0,5 ml.l-1 se producía un incremento en la coloración verde intensa de las hojas, sin embargo a 1,0 ml.l-1 se comprobó un incremento en la muerte del tejido.

    3. Influencia del Fitomás-E y el AIA en el enraizamiento in vitro.

    Este experimento (Figura 2) muestra la influencia de los estimuladores del crecimiento Fitomás-E y ácido indol-3-acético, en la inducción de raíces. Se observa que donde se empleó el AIA no se observó diferencias estadísticas entre ellas, sin embargo, superaron a los tratamientos con solo la presencia del bioestimulante en estudio. Lo cual demuestra el papel que juegan las auxinas en la estimulación del sistema radicular en las plantas.

    image

    T1: 0,1 ml.l-1 Fitomás-E

    T2: 0,5 ml.l-1 Fitomás-E

    T3: 0,1 ml.l-1 Fitomás-E y 1,3 mg.l-1 AIA

    T4: 0,5 ml.l-1 Fitomás-E y 1,3mg.l-1 AIA

    T5: 1,3 mg.l-1 AIA

    MG±EE = 4,36±0,20

    Letras diferentes difieren estadísticamente por la prueba de Tukey p<0,05.

    Figura 2. Efecto de diferentes concentraciones y combinaciones del Fitomás-E con el AIA en el número de raíces del cultivar FHIA-18 a los 28 días en fase de enraizamiento.

    Núñez (2000), observó que el Biobrás-6 en concentraciones de (0,01 - 0,05) mg.l-1 en combinación con el AIA 1,3 mg.l-1 durante la fase de enraizamiento de plátanos y bananos, provocó un reforzamiento auxínico. Sin embargo, en este estudio no se encontró diferencia significativa entre el tratamiento cinco con respecto a los tratamientos tres y cuatro lo que indica que para las concentraciones estudiadas de este bioestimulante su incorporación no produjo un efecto adicional al producido por el AIA.

    El efecto producido en los tratamientos uno y dos donde se alcanzaron los menores valores en cuanto al número de raíces emitidas pudiera haber estado influenciado por el efecto residual o acumulativo del BAP adicionada durante los diferentes subcultivos en la fase de multiplicación, la cual ejerció un efecto inhibitorio en la formación de raíces. Es posible que transfiriendo los brotes durante dos subcultivos en medio de cultivo de enraizamiento o en un medio de cultivo libre de reguladores del crecimiento se hubiera logrado una liberación de las concentraciones endógenas del BAP producida durante el cultivo in vitro y por ende se incrementara el número de raíces.

    Durante esta etapa se incrementó la concentración de sacarosa a 4,0 % para preparar a las vitroplantas para su posterior trasplante al suelo, ya que un incremento del contenido de sacarosa, permite soportar en estrés hídrico motivado por las condiciones de mayor presión osmótica, unido a una mejor constitución morfológica de la vitroplanta.

    Los tratamientos cinco y cuatro respectivamente mostraron para los indicadores longitud de la raíz y longitud total de los brotes, que las concentraciones de Fitomás-E a pesar de no tener una influencia marcada en la emisión de raíces favoreció el crecimiento apical de las vitroplantas, sin embargo, no se manifestó diferencias significativas entre el número de hojas emitidas lo cual indica que al favorecer el crecimiento apical existió una mayor longitud en los entrenudos cuando se aplicó el bioestimulante.

    Estos resultados corroboran lo planteado López et al. (2002), quienes lograron con 0,5 % de Fitomás-E en condiciones de campo, incrementar en Lactuca sativa cv. R-SS-13 en un 20 % la longitud del tallo, lo cual parece estar dado por la elevada concentración en elementos nutricionales, así como la presencia de auxinas y aminoácidos cuya función puede incidir tanto en el sistema foliar como en el mejoramiento de la fertilidad del suelo.

    4. Determinación de la influencia del Fitomás-E y el ANA en la aclimatización.

    Las condiciones in vitro provocan cambios anatómicos y fisiológicos que repercuten en la supervivencia de las plantas en condiciones ex vitro. A los 15 días posteriores a la plantación se observó en el tratamiento (1) un 92,63 % de supervivencia, seguido de un 80,0 % en los tratamientos (3 y 4) con empleo del Fitomás-E (0,1 y 0,5) ml.l-1 respectivamente (Figura 3).

    image

    T1: 10,0 mg.l-1 ANA

    T2: Agua común

    T3: 0,1 ml.l-1 Fitomás-E

    T4: 0,5 ml.l-1 Fitomás-E

    T5: 1,0 ml.l-1 Fitomás-E

    Letras diferentes difieren significativamente por la prueba de proporción binomial para p < 0,05.

    Figura 3. Supervivencia de las plantas de FHIA-18 a los 15 y 30 días en fase de aclimatización.

    Esto demuestra que este producto para estas concentraciones estimula tanto el crecimiento de las plantas así como que permite crear una mayor resistencia a las condiciones estresantes del medio ambiente.

    En estudios realizados por Galindo et al. (2004) con el bioestimulante (Biobrás-6) durante la fase de aclimatización, obtuvieron en los primeros 15 días del trasplante que el porcentaje de supervivencia no difirió entre los tratamientos, sin embargo, a los 45 días los tratamientos con bioestimulante superaron al testigo, resultando la concentración de 0,005 mg.l-1 la que mejor se comportó. En nuestros resultados se observó que el tratamiento con ANA y el tratamiento con 0,1 ml.l-1 de Fitomás-E, fueron muy similares a los 15 y 30 días.

    Montano et al. (2002), trabajando con semillas de Cucumis sativus L. cv. SS-5, observó que al inhibir las semillas durante 24 horas antes de la siembra se lograba un incremento en el porciento de germinación resultando la mejor concentración con 1,0 ml.l-1 de Fitomás-E.

    Es conocido el efecto estimulador del crecimiento con la aplicación de AIA en diversos cultivos lo cual esta dado por su efecto en la estimulación de formación de raíces, donde al aumentar en número y calidad permite una mejor asimilación de los nutrientes del suelo con la consiguiente adaptación de las plantas.

    En cuanto al indicador altura de la planta, se observó que el tratamiento con ANA favoreció el crecimiento de las plantas superando al resto de los tratamientos, entre los cuales no se encontraron diferencias significativas con respecto al tratamiento control, solamente el tratamiento con 0,5 ml.l-1 de Fitomás-E a los 30 días no mostró diferencias significativas con respecto al tratamiento con ANA.

    En cuanto al indicador número de hojas se observó que tanto a los 15 y 30 días no hubo diferencias significativamente evidenciándose la formación entre uno y dos pares de hojas en todos los tratamientos.

    En resumen con este experimento se evidenció que el AIA a concentración de 10,0 mg.l-1 y el Fitomás-E a razón de 0,5 ml.l-1 favoreció el crecimiento y desarrollo de las plantas durante la fase de aclimatización.

    CONCLUSIONES.

    • Se logró un coeficiente de multiplicación de 2,48 brotes con 4,0 mg.l-1 de BAP en la multiplicación in vitro.
    • Se alcanzó un coeficiente de multiplicación de 1,50 brotes con 0,1 ml.l-1 de Fitomás-E y 4,0 mg.l-1 BAP, no existiendo diferencias altamente significativas con 0,5 y 1,0 ml.l-1 de Fitomás-E.
    • Se incrementó el número de raíces con 1,3 mg.l-1 AIA solo y en combinación con (0,1 y 0,5) ml.l-1 Fitomás-E respectivamente.
    • La inmersión de las raíces en Fitomás-E (0,1 ml.l-1) y ANA (10,0 mg.l-1) respectivamente favoreció la aclimatización de las plantas.

    BIBLIOGRAFÍA.

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    SICA. 2002. Servicio de Información Agropecuaria del Ministerio de Agricultura y Ganadería del Ecuador. [en línea] <http:// www.sica.gov.ec

    > [Consulta: 9 abril 2007].

     

    Biografía del autor principal:

    Jorge Liusvert Pérez Pérez

    jorge.perez@udg.co.cu

    Ciudad de nacimiento: Bayamo, Granma.

    País: Cuba

    Títulos académicos: - Ingeniero Agrónomo. Universidad de Granma. 2002.

    - Master en Biotecnología Vegetal, 2006.

    Ocupación: Profesor Universitario.

    País, ciudad y fecha correspondientes al trabajo realizado.

    País: Cuba, Ciudad de Bayamo, Provincia de Granma.

    Fecha: Enero-Mayo, 2007.

    Effect of some growth regulators and Fitomas-E in the micropropagation of Musa sp. variety FHIA-18 (AAAB).

    Jorge Pérez Pérez*,

    Jairo Arroyo Jurado**,

    Daniel Sánchez Ami**,

    Sergio Rodríguez Rodríguez*,

    Angel Espinoza Reyes*,

    Lillien fajardo Rosabal*,

    Bárbara Rodríguez***.

    * Centro de Estudios de Biotecnología Vegetal, Universidad de Granma. Carretera vía Manzanillo, km 17½ Peralejo, Bayamo, Granma, Cuba.

    ** Universidad Técnica de Cotopaxi, Ecuador.

    *** Instituto Cubano de Investigaciones de los Derivados de la Caña de Azúcar, Cuba.



    Fuente http://www.monografias.com/trabajos55/reguladores-de-crecimiento/reguladores-de-crecimiento.shtml

    Páginas: [1] - [2]

    (obligatorio)